domingo, 12 de abril de 2015

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO industrial y de servicios no. 199

"EMILIANO ZAPATA SALAZAR"

ASIGNATURA: Biología Contemporánea



Las células eucariotas poseen un núcleo definido con el material genético organizado en cromosomas. Todos los organismos multicelulares están formados por células eucariotas y también muchos organismos unicelulares y coloniales.

Material
- 1 microscopio optimo
- 5 portaobjetos
- 5 cubreobjetos
- 1 agitador
- 1 bisturí con navaja
- 1 vaso de presipitado
- 2 goteros
- 1 servilleta de papel
- 1 trozo de papel de seda
- 1 caja de petri

Sustancias
- Agua destilada
- Reactivos de Gram: cristal violeta, lugol, alcohol-cetona, safranina
- Sudan III
- Yogurt casero
- Agua de charco o de florero
- Cebolla, papa, plátano, manzana, papaya, aguacate, nuez, zanahoria, betabel
- Flores de gladiola roja


Procedimiento

Células bacterianas 

Las bacterias son células muy pequeñas (1 a 2 micrómetros ) y pueden tener forma esferica ( cocos), de bastón basilos) o de espiral (espirilos).
1.            Haz un frotis de una muestra de yogurt.
2.            Realiza una tincion con Gram.
3.            Colocale un portaobjetos y obsérvalo a inmersión.
4.            Identifica la forma de la célula, la pared y el citoplasma.
5.            Dibuja los esquemas en los cuadros para resultados.
Bacterias verde-azules (cianobacterias)
Las cianobacterias son organismo procariontes fotosinteticos. la clorofila que contiene esta dispersas en el citoplasma. Ademas de la clorofila, las cianofitas poseen pigmentos accesorios (carotenoides y ficobilinas).
1.            Coloca sobre un portaobjeto una gota de agua de charco estancado y verde-azul.
2.            Coloca un cubreobjetos y observa al microscopio con el objetivo seco fuerte.
3.            Dibuja lo observado y señala las estructuras celulares identificadas.

Pared celular y núcleos en células de catafilia de cebolla
La cebolla es un tallo del cual nacen hojas modificadas llamadas catafilias, que no poseen clorofila y almacenan gran cantidad de carbohidratos.
1.            Desprende con una pinza la epidermis interna de un trozo de catafilia de cebolla.
2.            Coloca una pequeña porción de la película sobre un portaobjetos, añádele una gota de agua y una de lugol y acopla un cubreobjetos.
3.            Observa con los objetivos de seco débil y seco fuerte.
4.            Dibuja lo observado y señala las estructuras celulares identificadas.


Cloroplastos y pared celular en células de hoja de elodea 
Las hojas de Elodea se pueden observar al MO sin ninguna preparación previa ya que están formadas por dos capas de células.
1.            Coloca una hojita de elodea sobre un portaobjetos 
2.            Agregale una gota de agua y colocale el cubreobjetos.
3.            Observar a seco débil y fuerte.
4.            Dibuja las células t señala las estructuras identificadas.


Aminoplastos en tuberculos de papa.
Los aminoplastos son plastidiosque contienen el almidón presente en el tubérculo de la papa.
1.            Corta un trozo de tubérculo de papa y raspa la superficie de corte con una hoja de afeitar o de bisturí.
2.            Coloca el raspado en una gota de agua y raspa sobre un cubreobjetos
3.            Agrega una gota de lugol.
4.            Acopla un portaobjetos y observa con los objetivos seco debil y seco fuerte.
5.            Localiza los aminoplastos teñidos de azul.
6.            Dibuja las celulas t señala las estructuras identificadas.

Aminoplastos en platano.
Las celulas de platano tanbien poseen aminoplastos que almacenan almidon pero que se diferencias de los aminoplastos de la papa en su morfologia.
1.            Raspa una pequeña cantidad de tejido de la superificie del fruto.
2.            Dispersala sobre el portaobjetos.
3.            Agrega una gota de lugol.
4.            Coloca un cubreobjetos y observa con los objetivos seco débil y seco fuerte.
5.            Dibuja las células y señala los almidones identificados.
6.            Compara la morfología de los amiloplastos de papa y de plátano.
7.            Repite el procedimiento anterior con manzana y papaya. Compara la estructura de los amiloplastos.

Cromoplastos de zanahoria y betabel.
En la zanahoria y el betabel, así como en otra partes de distintas especires de plantas, se encuentran cromoplastos que contienen pigmentos amarillos, naranjas o rojos, llamdos carotenos.
1.            Corta una delgada capa de tejido de la porcion mas extensa de la zanahoria.
2.            Colócala sobre una gota de agua en el portaobjetos.
3.            Acopla un cubreobjetos.
4.            Observar con los objetivos seco debil y seco fuerte. Los cromosomas estan teñidos naturalmente.
5.            Dibuja las células y señala los cromoplastos identificados.
6.            Procede del mismo modo con el betabel.


Cromoplastos en flores coloridas.
Las flores coloridas de color entre azul y rojo contienen en los cromoplastos unos pigmentos llamados antocianinas.
1.            Desprende la epidermis de los mas delgada posible de una flor colorida, puede ser gladiola.
2.            Colocala sobre un portaobjetos con una gota de agua destilada y cubrela con el cubreobjetos.
3.            Observa con los objetivos seco debil y seco fuerte.
                                                4.            Dibuja las celulas y señala los cromoplastos identificados.

Oleoplastos en celulas de aguacate o nuez
Son plastidos que almacenan aceites como reserva de compuestos energeticos.
1.            Haz un raspado del aguacate (o macerado de la nuez y coloca una pequeña porcion sobre un cubreobjetos con una  gota de agua.
2.            Agrega una gota del colorante de sudan III
3.            Observa con los objetivos seco debil y seco fuerte. Los oleoplastos se ven de color naranja.
4.            Dibuja las celulas y señala los oleoplastos identificados.


Celulas animales
1.            Con un portaobjetos y muy cuidadosamente haz un raspado de la cara interna del labio inferior.
2.            Extiende la masilla que quedo en el borde del portaobjetos y mezcla con una gota de agua destilada.
3.            Agrega una gota de safranina y coloca el cubreobjetos.
4.            Observa con los objetivos seco debil y seco fuerte.

5.            Dibuja las celulas y señala las partes identificadas.

sábado, 18 de octubre de 2014


PRUEBA DE RUMPEL- LEEDE

También llamada prueba del lazo o torniquete, consiste en mantener elevada la presión en un miembro por un periodo de 5 minutos, con un lazo o el manguito inflable del Tensiómetro como para medir T. A. y comprimirlo con una presión menor que la sistólica pero mayor que la diastólica para producir estasis sanguínea en las vénulas  y capilares.
MATERIAL A ESTUDIAR; Observación de la piel luego de interrumpir circulación venosa. Se realiza el recuento de las petequias (pequeñas manchas hemorrágicas en un círculo de 5cm de diámetro) normalmente no se debe producir más de 5 petequias por debajo de la compresión, especialmente en la cara palmar del antebrazo próxima al manguito neumático. Más de diez petequias, y sobre todo extendidas más allá del cuarto superior del antebrazo es patológico.
Tiempo insumido al paciente: 5 a 10 minutos.

FINALIDAD: Determinar la fragilidad de las paredes capilares, estimar la tendencia a la hemorragia, Ayuda a reconocer la trombocitopenia.

Preparación previa: No es necesaria. No repetir en el mismo miembro antes de los 7 días.
RESULTADOS:

Valores normales: Ninguna petequia o hasta 10 petequias en un área de 5cm. Escala para informar el número de petequias:

0 a 10 = 1+
10 a 20 =2+
20 a 50 = 3+
50 o más petequias = 4+

Valores aumentados: Pueden indicar coagulación intravascular difusa, disminución del fibrinógeno, disminución de la protrombina, deficiencia del factor VII, trombocitopenia, enfermedad de Von Willebrand, deficiencia de vitamina K. Y puede estar asociado a afecciones no relacionadas con los trastornos de la coagulación como: escarlatina, diabetes, gripe, sarampión, escorbuto.

También es anormal la prueba en las trombopatías quizá debido a que por falla plaquetaria no hay vasoconstricción adecuada ni formación de trombo blanco.

Confiabilidad de los resultados. Buena.
Medicamentos que pueden alterar los resultados: Corticoesteroides.

RESULTADO:  1+


RETRACCIÓN DEL COÁGULO


INTRODUCCIÓN: Puesto que el coágulo de fibrina encierra los elementos organizados (celulares) de la sangre (in vitro e in vivo) el volumen de glóbulos rojos establece el límite inferior de la retracción de la fibrina. Por lo tanto, siendo normales los demás factores, el coágulo se retrae tanto más cuanto menor es el hematocrito. La retracción es directamente proporcional al número de plaquetas, e inversamente al hematocrito. Cuando las fibrinolinas son muy activas la fibrina puede disolverse casi tan rápidamente como se forma, y la retracción del coágulo se modifica en los trastornos de este tipo:  choque, quemaduras, etc.

Mide la cantidad de fibrina formada y su retracción así como el número de función de las plaquetas, pues poseen una proteína similar a la actomiosina, que produce la retracción del coágulo.


MATERIAL:

Tubos de ensaye para centrifuga
Alambre de 1mm de grosor
Baño María de 37ºC
Equipo de venopuncion.

TECNICA:
1.    Se pone en un tubo de centrifuga graduado de 5 ml. De sangre venosa recién obtenida. Se lava el alambre al fondo del tubo.
2.    Se pone el tubo en el alambre, de un baño de agua a 37ºC en donde se deja 1hr. Después de la formación del coágulo sin tocarlo.
3.    Se saca el alambre cuidadosamente y se deja escurrir dentro del tubo el coágulo unido al alambre durante 1 a 2 min.
4.    Se lee el volumen del líquido que quedo en el tubo. El resultado se expresa como un porcentaje del volumen inicial de 5 ml.

Ejemplo: Si después de la coagulación 5 ml. De sangre suministraron 3ml. de líquido

La retracción es de: 3x100 =60 por ciento
        5

VALORES NORMALES
Entre 48 y 64 por ciento.

RESULTADOS OBTENIDOS:

La retracción es de: 2.5x100 = 50%
                                      5






TIEMPO DE SANGRADO

INTRODUCCIÓN:
Un tiempo de sangrado normal indica una retracción normal de los capilares; y la existencia de un número suficiente de plaquetas, con actividad normal.
La metamorfosis viscosa normal depende de un buen mecanismo extrínseco de producción de Tromboplastina, por lo tanto, el tiempo de sangrado se alarga en la insuficiencia del factor VII. El tiempo de sangrado aumenta en forma característica en la púrpura trombocitopénica.

METODOLOGÍA
Se utiliza el “Método de Duke”

MATERIAL:
Lanceta estéril
Torundas alcoholadas
Reloj cronómetro
Papel filtro

TÉCNICA:
1.    Con una lanceta estéril, se practica en el borde inferior del lóbulo de la oreja una punción de 3mm de profundidad. Se pone en marcha el cronómetro. El borde debe ser bastante profundo, y no debe de abarcar venas visibles.

2.     A intervalos de medio minuto, se aplica cuidadosamente sobre la gota de sangre el borde de un pequeño disco de papel filtro, cuidando de no tocar la piel. Esta maniobra por objeto es impedir que se forme un coágulo en la gota de sangre sobre la herida, pues los tiempos de sangrado resultarán anormalmente bajos.

3.    Utilizando una nueva zona de papel filtro para cada secado de medio minuto, puede tenerse un registro conveniente del tiempo total (tiempo en minutos = número de gotas divididas entre dos) Se toma como punto final al momento en el cual el papel filtro ya no absorbe sangre.

TIEMPO DE SANGRADO
De unos 3 minutos 8sin embargo, puede ser aveces hasta 5 minutos en sijetos normales)

MÉTODO DE IVY
TÉCNICA:
1.    Se coloca alrededor del brazo un manguito de esfindometro con el cual se ejerce una presión de 40mm de Hg que debe permaneces aquel durante toda la prueba.

2.    Utilizando una lanceta estéril se hace a intervalos cortos tres punciones (entre 2.5 y 3.0mm de profundidad) a lo largo de la cara flexora 8interna) el antebrazo, evitando las venas visibles. Se pone en marcha el cronómetro

3.    A intervalos de medio minuto, utilizando papel filtro se seca cuidadosamente cada gota de sangre en la misma forma que para el método de DUKE, el punto final es el mismo.
TIEMPO NORMAL DE SANGRADO EN EL MÉTODO DE IVY
Entre 2 y 6 minutos, máximo 7 minutos.